论文导读：：为研究叶面喷施草酸、水杨酸（SA）和BTH对甜瓜植株防御酶活性的影响，本试验在甜瓜二叶期用不同浓度的草酸、水杨酸（SA）和BTH对甜瓜植株进行了处理。结果表明，经草酸处理后，甜瓜植株体内的β－1，3－葡聚糖酶和过氧化物酶（POD）活性较对照植株均有明显的提高，且在处理后第9d达到高峰，其中β－1，3－葡聚糖酶活性较对照提高了2.69～3.9倍，POD活性较对照提高了3.54～4.78倍。但草酸处理没有引起PAL活性的提高。用水杨酸（SA）和BTH处理植株，甜瓜植株体内的β－1，3－葡聚糖酶、过氧化物酶（POD）和苯丙氨酸解氨酶（PAL）活性较对照植株均有明显的提高，且在处理后第7d达到高峰，其中β－1，3－葡聚糖酶活性较对照提高了1.91—3.83倍；POD活性提高了3.47—5.46倍；PAL活性提高了1.78—5.20倍。

　　论文关键词：甜瓜诱导，防御酶，诱导抗性

　　草酸（Oxalate）是一种非常有效的非生物性诱导剂。草酸喷施黄瓜不但对多种真菌病害产生系统抗性，而且还可诱导对细菌和病毒病害的抗性。草酸能诱导POD活性提高，这是由于草酸可以被植物体内的草酸氧化酶氧化，产生活性氧、H2O2和CO2。此外已有报道，草酸本身在生物体内可以直接诱发活性氧的产生[1]。细胞外的活性氧可以直接杀死病菌，而细胞内的活性氧可能作为一种中间信号物质，启动植物体内各种防卫基因的表达，而POD又正是多种病原相关蛋白中的一种。水杨酸（Salicylic acid, SA）属于酚类化合物，广泛存在于单子叶或双子叶植物中，被称为新的植物内源激素，参与了植物生长、发育、成熟衰老以及诱导抗病性等过程的调控[2]。SA与植物体内许多生理过程有关[3,4]，不仅是植物产生过敏反应（hypersensitive, HR）和系统获得性抗性（systemicacquired resistance, SAR）所必需，而且也是病原物侵染植物后活化一系列防卫反应信号传递过程中的重要组成成分[5]。SA外源处理可诱导烟草、马铃薯、黄瓜、菜豆等重要农作物产生对由真菌、细菌、病毒等引起病害的局部和系统的抗性[6-8]。BTH（Benzothiadiazole）的结构与水杨酸和酰胺有相似之处，它可诱导与植物抗病防御有关基因的表达及PR蛋白的产生，有激活植物保卫系统的作用，已有证据表明，BTH不需要水杨酸、茉莉酸和乙烯的参与就能诱导植物产生SAR[9]。因此利用草酸、SA和BTH处理植株，诱导植株产生系统获得抗性，并通过测定β－1，3－葡聚糖酶、过氧化物酶（POD）和苯丙氨酸解氨酶（PAL）的活性，进一步了解SAR的产生机理，可为有效利用草酸、SA和BTH来防治植物病害提供有效的理论依据。

　　1材料和方法

　　1.1供试材料

　　供试植物材料：黄河蜜甜瓜种子。

　　诱导剂：草酸（Oxalate） ，水杨酸（Salicylicacid，SA），Benzothiadiazole（BTH）。

　　1.2方法

　　待甜瓜幼苗第2片真叶充分展开时，用诱导剂以叶面喷雾的方式处理第1片真叶，以湿润为标准。草酸、SA和BTH浓度均设为：12.5μg/ml、25μg/ml、50μg/ml，对照用清水处理，每处理30株，重复3次。分别于处理后1d、3d、5d、7d 、9d和11d取未经处理的叶片进行酶活性测定。

　　β－1，3－葡聚糖酶活性采用蒽酮法测定，过氧化物酶（POD）活性采用愈创木酚法测定，苯丙氨酸解氨酶（PAL）活性采用分光光度法测定，蛋白质含量采用考马斯亮蓝G－250染色法测定。

　　2结果分析

　　2.1β－1，3－葡聚糖酶活性分析

　　诱导抗性

　　在常规培养条件下，甜瓜植株叶片中存在低水平的β－1，3－葡聚糖酶，随植株的生长，β－1，3－葡聚糖酶活性没有显著变化。经草酸、SA和BTH处理后，甜瓜叶片内的β－1，3－葡聚糖酶活性均有所提高，尤其在处理后第7d～9d，酶活性的提高幅度最大（见图1、2和3）。经草酸50μg/ml、25μg/ml和12.5μg/ml处理的植株，其体内β－1，3－葡聚糖酶活性随处理天数的延长而逐渐提高，在处理后第9d达到最大，分别较对照增长了3.90倍、3.70倍和2.69倍；经SA和BTH处理的植株在处理后第7d，酶活性达到最大，其中SA 50μg/ml、25μg/ml和12.5μg/ml处理的植株叶片酶活性较对照分别提高了3.83倍、3.30倍和2.49倍； BTH 50μg/ml、25μg/ml和12.5μg/ml处理过的植株叶片酶活性较对照分别提高了3.39倍、3.21倍和1.91倍。结果表明，草酸、SA和BTH处理浓度高，植株叶片内酶活性提高的幅度大。但第9d后，经SA和BTH处理的植株，其体内的β－1，3－葡聚糖酶活性均有所下降，而草酸处理过的植株则在第9d时，酶活性提高幅度最大。

　　图1 草酸对β－1，3－葡聚糖酶活性的影响

　　Fig1 Induction of β－1，3－glucosidaseactivity by different concentrations of Oxalate

　　图2 SA对β－1，3－葡聚糖酶活性的影响

　　诱导抗性

　　Fig2 Induction of β－1，3－glucosidaseactivity by different concentrations of SA

　　图3 BTH对β－1，3－葡聚糖酶活性的影响

　　Fig3 Induction of β－1，3－glucosidaseactivity by different concentrations of BTH

　　注：CK:对照；C1：12.5μg/ml 草酸（Oxalate），C2：25μg/ml 草酸（Oxalate），C3：50μg/ml 草酸（Oxalate）；

　　B1：12.5μg/mlBTH，B2：25μg/ml BTH，B3：50μg/mlBTH；

　　S1：12.5μg/ml SA，S2：25μg/mlSA，S3：50μg/ml SA。（下同）

　　2.2过氧化物酶（POD）活性分析

　　经草酸、SA和BTH处理后，甜瓜2叶期幼苗叶片内的POD活性随处理天数的延长而迅速提高。在第9d，用草酸50μg/ml、25μg/ml和12.5μg/ml处理的植株POD活性达到最大值，分别较对照增长4.78倍、4.31倍和3.54倍；SA和BTH处理的植株则在处理后第7d，POD活性达到最大，其中用50μg/ml SA处理的植株，POD活性较对照增长了5.46倍，25μg/ml和12.5μg/ml SA处理的植株，POD活性较对照分别增长了5.30倍和3.94倍，用50μg/ml BTH处理的植株，POD活性较对照增长4.51倍生物论文，25μg/ml和12.5μg/ml BTH处理的植株，其体内POD活性也增长了3～4倍。POD活性随诱导剂浓度的升高而增强，各诱导剂均以50μg/ml 浓度处理植株的POD活性最高（见图4、5、6）。

　　诱导抗性

　　图4 草酸对POD活性的影响

　　Fig4 Inductionof POD activity by different concentrations of Oxalate

　　图5 SA对POD活性的影响

　　Fig5 Inductionof POD activity by different concentrations of SA

　　图6 BTH对POD活性的影响

　　Fig6 Induction of POD activity by different concentrations of BTH

　　2.3苯丙氨酸解氨酶（PAL）活性分析

　　PAL是植保素、木质素和酚类化合物合成的关键酶和限速酶。一般情况下，甜瓜植株叶片中的PAL活性是随植物的生长进程略微增长的[9]。但经SA和BTH处理后，甜瓜植株叶片中的PAL活性有了明显的提高（见图8、9）。结果表明：随着诱导剂处理天数的延长，各浓度的SA和BTH诱导植株体内PAL活性均有所升高。处理7d后的PAL活性明显高于第1、3、5d的酶活性，但9d后，酶活性有所下降。用12.5μg/ml SA和12.5μg/ml BTH处理的植株，叶片中PAL活性升高较慢，而其他两浓度的SA和BTH处理的酶活性升高较迅速论文发表。处理后第7d，50μg/ml和25μg/ml SA处理的植株，PAL活性较对照分别提高了5.20倍和4.47倍；50μg/ml和25μg/ml BTH处理的植株，PAL活性较对照分别提高了4.54倍和3.46倍，其中以高浓度BTH和SA诱导植株PAL活性升高最快。但用草酸各浓度处理的植株，其

　　体内的PAL活性与对照差别不大（见图7），这表明草酸不能诱导PAL活性的提高。

　　图7 草酸对PAL活性的影响

　　Fig7 Induction of PALactivity by different concentrations of Oxalate

　　图8 SA对PAL活性的影响

　　Fig8 Induction of PAL activity bydifferent concentrations of SA

　　图9 BTH对PAL活性的影响

　　Fig9 Induction of PAL activity bydifferent concentrations of BTH

　　3讨论

　　植物诱导抗病性的机理是复杂的、多层次的，涉及到组织、细胞乃至分子结构与功能的一系列变化。Kuc（1985）从遗传学角度出发认为：“所有的植物都含有抗真菌、细菌和病毒的潜在基因，有些并未表达，抗性的决定因素是基因的表达速度和数量，以及环境对基因产物活性的影响[10]。”而诱导因子的作用就是激发这些基因的表达，或使其更快更多的表达。

　　近年来研究表明[11]，一些化学物质的确具有诱导植物产生抗病性的能力，如 K2HPO4、草酸、水杨酸、2，6—二氯异烟酸（INA）、BTH等。这些化合物可对植物进行外部激发，使其内部产生防卫基因，从而产生SAR，达到防病的目的。Stermer等研究发现草酸可诱导合成查尔酮合成酶基因启动子的形成[1]。张宗申等[12]也发现，草酸能系统诱导黄瓜叶中POD活性的提高，而POD在系统抗病性中起着重要作用。White[13]较早观察到，利用SA处理烟草品种Xanthi－nc可减轻TMV引起的症状，并导致PR蛋白的积累。Van Loon（1983）[14]首次提出SA与SAR之间可能存在某种联系。苯丙噻唑硫代乙酸甲脂（BTH）与INA具有相似的结构，也能诱导SAR反应，可诱导多种作物抵抗病原菌的侵染。据Schlosser报道[15]，BTH可诱导小麦在60～70天内抗小麦白粉病（Blumeria graminis f.sp.tritici）的侵染。BTH还能诱导烟草、拟南芥和小麦体内SA所诱发的相同SAR基因的表达[16]。

　　在诱导抗性的研究中发现，经诱导产生抗性的植株中有一种新蛋白出现，即病原相关蛋白（PR蛋白），而许多PR蛋白是几丁质酶和β－1，3－葡聚糖酶。由于许多危害植物的病原菌（尤其真菌）的细胞壁中含有β－1，3－葡聚糖，而真菌菌丝尖部最易受到β－1，3－葡聚糖酶的降解，所以β－1，3－葡聚糖酶可通过对病原菌菌丝的直接裂解作用，促进病菌细胞壁降解和酚类物质的合成，从而抑制病原菌的进一步侵染，使植物表现出抗病性[17-19]。

　　POD广泛存在于植物体内，并参与植物抗性作用，该酶是细胞内的重要防御酶，它能在细胞壁中催化形成木质素作为抵御病原菌侵袭的屏障。它不仅参与了木质素的聚合过程，也是细胞内重要的内源活性氧清除剂，因此，植物感病后，POD活性的增加既与木质化作用有关，同时也起着清除体内活性氧的作用[5]。经草酸、SA和BTH诱导处理后甜瓜幼苗叶片中的POD活性明显增加，从而有效的阻止活性氧的进一步伤害，限制病斑的扩展。

　　PAL是一种与木质素形成密切相关的酶，可作为植物抗病性的生理指标[9]。它参与许多植物的生理生化过程，在一些植物抗病过程中起着重要作用。一般植物在正常生理状态下，PAL基因只是弱表达，受伤时有一短暂的中度表达，当受到病原菌或诱导剂的诱导后，PAL基因则会强烈表达。因此利用适当的诱导剂诱导PAL活性的升高也是提高植株的抗病性的一种途径。

　　近年国内外均有报道表明，草酸、SA和BTH是非常有效的非生物型诱导剂，可以显著诱导植物对病原菌的系统获得抗性。本试验通过测定了草酸、SA和BTH对数种防御酶活性的系统诱导效果，分析这几种酶活性的变化，进一步探索了草酸、SA和BTH对甜瓜幼苗的作用机制。

　　总之，植物诱导抗病的研究方兴未艾，它不仅可以揭示植物和微生物之间复杂的相互关系，具有十分重要的理论价值，而且对于植物病害的防治工作也具有相当重要的应用价值和现实意义。

　　4 结论

　　试验采用叶面喷施诱导剂的方法，研究了不同浓度的草酸、SA和BTH对甜瓜几种防御酶活性的影响。结果表明：用草酸处理甜瓜植株，可明显提高β－1，3－葡聚糖酶和POD酶的活性。在处理后第9d达到高峰；但不能引起PAL活性的提高，这说明草酸不是通过诱导PAL活性的提高来增强甜瓜植株的抗病能力。用SA和BTH对甜瓜2叶期幼苗进行叶部诱导，可使植株体内低水平的β－1，3－葡聚糖酶、POD和PAL活性在短时间内提高，且明显高于对照植株，且在处理后第7d达到最大值。这说明草酸、SA和BTH对甜瓜植株都有诱导作用，可诱导甜瓜体内防御酶活性的增强，从而提高甜瓜的系统抗病能力。

　　参考文献

　　[1]MUCHARROMAH E，KUC J.Oxalate and phosphates induce systemicresistance against diseases caused by fungi,bacteria and viruses incucumber[J].Crop Protection,1991,10:265-270.

　　[2]WANG Wei, KANGZhi-hua, ZHOU Hong-you, HUANG Yong. Systemic Induced Resistance Effectivenessof BTH on Muskmelon[J]. Journal of China Agricultural University,2000,5（5）：48～53.